Znaczenie techniki aCGH w nowotworach mieloproliferacyjnych – przegląd literatury

Open access

Streszczenie

Nowotwory mieloproliferacyjne (MPN) są klonalnymi chorobami komórek macierzystych szpiku, które charakteryzują się proliferacją jednej lub więcej linii mieloidalnych krwiotworzenia: granulocytowej, czerwonokrwinkowej i/lub megakariocytowej. Do MPN BCR-ABL1(-) zalicza się m.in. czerwienicę prawdziwą (PV), nadpłytkowość samoistną (ET) oraz pierwotną mielofibrozę (PMF). Nowotwory mieloproliferacyjne BCR-ABL1(-) należą do najmniej poznanych nowotworów układu krwiotwórczego pod względem nabytych zmian genetycznych. Badania nad MPN trwają od ponad 60 lat. Podobieństwo objawów klinicznych wskazuje na wspólną patogenezę PV, ET i PMF. Głównym celem prowadzonych badań jest wytypowanie markerów, które nie tylko pomogą w diagnostyce poszczególnych typów MPN czy w klasyfikacji chorych do grup ryzyka, ale mogłyby być także celem terapeutycznym. Głównym celem terapii jest przedłużenie życia pacjentów, w tym także zminimalizowanie prawdopodobieństwa transformacji w ostrą białaczkę. aCGH jest niewątpliwie techniką bardzo przydatną klinicznie, która, choć nie znalazła jeszcze rutynowego zastosowania w klinice hematoonkologii, to wykorzystywana jest w coraz większej liczbie badań, zwłaszcza do analizy nowotworów, w których istotne są aberracje niezrównoważone. Niniejsza praca przedstawia zastosowanie techniki aCGH w nowotworach mieloproliferacyjnych.

Wstęp

Pierwsze opisy współcześnie znanych nowotworów mieloproliferacyjnych pochodzą z XIX i początku XX wieku. W roku 1951 William Dameshek zaproponował pierwszą klasyfikację nowotworów mieloproliferacyjnych. W roku 1960 Peter Nowell i David Hungerford opisali charakterystyczną dla przewlekłej białaczki szpikowej (chronic myeloid leukemia – CML) aberrację chromosomową – chromosom Filadelfia (Philadelphia – chromosom Ph), który jest pochodną chromosomu 22, krótszą od prawidłowego chromosomu 22. W 1973 roku Janet Rowley odkryła, że chromosom Filadelfia powstaje w wyniku translokacji wzajemnej pomiędzy chromosomami 9 i 22. W latach 80. XX wieku dokładnie opisano punkty złamań tych chromosomów, scharakteryzowano geny fuzyjne powstałe w wyniku aberracji oraz stwierdzono, że gen fuzyjny kodujący kinazę BCR-ABL1 jest nie tylko markerem choroby, ale także czynnikiem wywołującym CML. W 1996 roku po raz pierwszy w terapii CML zastosowano imatynib – pierwszy inhibitor kinazy tyrozynowej. W 2005 roku 4 niezależne zespoły badawcze odkryły, że większość pacjentów z Ph-ujemnymi zespołami mieloproliferacyjnymi posiada mutację w genie JAK2. W 2006 roku u części pacjentów z ET i PMF, u których wykluczono mutację w genie JAK2, stwierdzono mutację w genie MPL [1, 2, 3, 4, 5]. W 2013 roku opisano mutacje w genie CALR. Zmiany w tym genie występowały u części pacjentów z ET i PMF, u których nie stwierdzono mutacji w genach JAK2 i MPL [6, 7]. W 2012 roku zerejestrowany został lek ruksolitynib (inhibitor kinazy JAK2), który stanowi terapię celowaną dla chorych na MPN. Terapia dostępna jest także w Polsce [8].

W 2008 roku Światowa Organizacja Zdrowia (World Health Organization – WHO) wprowadziła nowy podział nowotworów mieloproliferacyjnych, w odniesieniu do wcześniej obowiązującej klasyfikacji z 2001 roku. Dotychczas obowiązujący termin „przewlekłe choroby mieloproliferacyjne” (chronic myeloproliferative diseases – CMPD) zamieniono na „nowotwory mieloproliferacyjne”. Nowa nazwa lepiej opisuje charakter oraz przebieg kliniczny tej grupy chorób. Klasyfikacja ta została uzupełniona w 2016 roku i stanowi algorytm postępowania dla lekarzy klinicystów, patologów i diagnostów laboratoryjnych [9].

Nowotwory mieloproliferacyjne

Nowotwory mieloproliferacyjne są klonalnymi chorobami komórek macierzystych szpiku, które charakteryzują się proliferacją jednej lub więcej linii mieloidalnej krwiotworzenia: granulocytowej, czerwonokrwinkowej lub megakariocytowej [10, 11].

Aktualna klasyfikacja nowotworów mieloproliferacyjnych według WHO wyróżnia: przewlekłą białaczkę szpikową, przewlekłą białaczkę neutrofilową, czerwienicę prawdziwą, nadpłytkowość samoistną, pierwotną mielofibrozę, przewlekłą białaczkę eozynofilową niesklasyfikowaną inaczej (chronic eosinophilic leukemia, not otherwise specified – CEL NOS) i niesklasyfikowany nowotwór mieloproliferacyjny (myeloproliferative neoplasm, unclassifiable – MPN-U). Diagnostyka MPN opiera się na obrazie klinicznym, wynikach badań laboratoryjnych, cechach histopatologicznych oraz (w większości przypadków) na obecności nieprawidłowości genetycznych [12]. Obecność chromosomu Ph różnicuje MPN na grupę nowotworów Ph-dodatnich [BCR-ABL1(+)], do której zaliczamy przewlekłą białaczkę szpikową, oraz grupę nowotworów Ph-ujemnych [BCR-ABL1(-)], do której zaliczamy pozostałe MPN. Choć głównymi czynnikami diagnostyczno-prognostycznymi w MPN są mutacja wiodące (driver mutations) genów JAK2, MPL i CALR, aberracje chromosomowe są nadal brane pod uwagę jako elementy diagnozowania i różnicowania tych chorób oraz poszukiwania nowych celów terapeutycznych.

Aberracje chromosomowe w nowotworach mieloproliferacyjnych Ph-ujemnych

Aberracje chromosomowe występują z różną częstością w poszczególnych nowotworach mieloproliferacyjnych. W chwili rozpoznania zmiany cytogenetyczne występują u około 11-20% chorych z PV, 5-10% chorych z ET i około 30-60% chorych z PMF [4, 12, 13]. W miarę trwania choroby pojawiają się nowe aberracje, w wyniku czego zwiększa się odsetek chorych z zaburzeniami kariotypu, osiągając nawet 80-90% wśród chorujących ponad 10 lat. Aberracje chromosomowe występują częściej u chorych po 60. roku życia i prawie u 100% tych, u których nastąpiła transformacja w zespół mielodysplastyczny (myelodysplastic syndrome – MDS) lub ostrą białaczkę szpikową (acute myeloid leukemia – AML) [4, 12, 13]. Najczęściej obserwuje się trisomie chromosomów 8 i 9 oraz delecje w obrębie długich ramion chromosomów 13 i 20. Do rzadszych zmian zalicza się: utratę chromosomu Y, dodatkową kopię długiego ramienia chromosomu 1, delecje w obrębie krótkich ramion chromosomów 3 i 12, monosomię chromosomu 6, duplikacje w chromosomie 13, aberracje różnego typu w obrębie chromosomów 9 i 11. Delecje w obrębie długich ramion chromosomów 5 i 7 mogą być wynikiem zastosowanego leczenia cytotoksycznego lub wymagają dokładniejszych analiz morfologicznych w kierunku różnicowania z MDS [4, 12, 14, 15]. W grupie chorych z PV większość aberracji obserwuje się głównie u chorych w wieku > 60 lat. W grupie chorych z ET wiek nie ma związku z występowaniem aberracji chromosomowych. W tej grupie chorych obecność aberracji chromosomowych korespondowała z takimi czynnikami środowiskowymi jak nikotynizm oraz klinicznymi jak wyczuwalna splenomegalia, trombofilia i anemia (hemoglobina poniżej 10 G/l). W grupie chorych z PMF obecność aberracji chromosomowych, zwłaszcza w układzie kariotypu złożonego, uznano za niekorzystny czynnik predykcyjny [4, 16].

Badania cytogenetyczne i cytogenetyczno-molekularne w hematoonkologii

Zgodnie z klasyfikacją WHO nowotworów układu krwiotwórczego i chłonnego analiza cytogenetyczna jest jednym z podstawowych badań diagnostycznych. Obecność charakterystycznych nieprawidłowości chromosomowych umożliwia rozpoznanie poszczególnych jednostek chorobowych. Zastosowanie odpowiedniego leczenia, pozwalającego uzyskać najlepszy efekt terapeutyczny i zmniejszyć ryzyko powikłań, możliwe jest dzięki stwierdzeniu obecności specyficznej mutacji, rearanżacji lub aberracji chromosomowej. Metody cytogenetyki klasycznej oraz cytogenetyki molekularnej wzajemnie się uzupełniają, dlatego ważne jest, aby diagnostyka i monitorowanie pacjentów z nowotworami układu krwiotwórczego opierały się na wynikach badań z zastosowaniem obydwu technik. Według przyjętych wytycznych, badania cytogenetyczne w hematoonkologii należy wykonywać w celu diagnostyki i klasyfikacji nowotworów układu krwiotwórczego, ustalenia rokowania, wyboru odpowiedniej metody leczenia oraz monitorowania przebiegu choroby i efektywności terapii [17].

Cytogenetyka klasyczna po raz pierwszy została wprowadzona do diagnostyki hematoonkologicznej w roku 1960, kiedy Nowell i Hungerford opisali chromosom Filadelfia. Wprowadzone w latach 70. techniki prążkowania chromosomów umożliwiły precyzyjną analizę i identyfikację 23 par chromosomów. Ustalono, że, aby wynik badania był obiektywny, analiza powinna z reguły obejmować co najmniej 20 płytek metafazalnych [17].

Pod koniec lat 80. XX wieku opracowana została technika fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ (fluorescent in situ hybridization – FISH ). FISH jest techniką szybką, o wysokiej czułości, doskonale uzupełniającą metody cytogenetyki klasycznej. Może być także wykorzystywana jako samodzielna metoda analizy. Technika FISH skraca oczekiwanie na wynik. Jest techniką ukierunkowaną, stosowaną do identyfikacji naddatków (addycji) chromosomowych nieznanego pochodzenia, chromosomów markerowych, złożonych translokacji oraz mikrodelecji [18].

Ryc. 1
Ryc. 1

Schemat analizy aCGH

Fig. 1. aCGH analysis scheme

DNA badany wyznakowany jest zielonym fluorochromem, DNA referencyjny – czerwonym. Zmieszany DNA nakładany jest na macierz, w obrębie której następuje hybrydyzacja do konkretnych sond oligonukleotydowych. Kolejnym etapem jest skanowanie macierzy. Przy takiej samej ilości DNA badanego i referencyjnego sygnały się znoszą (kolor żółty). Kolor zielony w danym locus świadczy o jego duplikacji, kolor czerwony –o delecji

Citation: Acta Haematologica Polonica 50, 3; 10.2478/ahp-2019-0022

Porównawcza hybrydyzacja genomowa do mikromacierzy, aCGH

Na początku XXI wieku w diagnostyce genetycznej wprowadzono mikromacierze, które stosuje się do identyfikacji niezrównoważenia genomu u pacjentów z niepełnosprawnością intelektualną, autyzmem, dysmorfią i wadami wrodzonymi, a także w diagnostyce onkologicznej. W genetyce klinicznej i onkologicznej zastosowanie znalazły głównie: porównawcza hybrydyzacja genomowa do mikromacierzy (microarray-based comparative genomic hybridisation – aCGH = array CGH) oraz mikromacierze SNP (array-based single nucleotide polymorphism – array SNP). Technika aCGH jest rutynowo wykorzystywana w genetyce klinicznej do identyfikacji delecji i duplikacji. Obecnie stosowane platformy umożliwiają identyfikację delecji nawet pojedynczych eksonów. Najczęściej stosowanymi platformami są platformy oligonukleotydowe, w których kilkaset tysięcy oligonukleotydów (odpowiadających prawie całemu genomowi) jest unieruchomionych na szkiełku podstawowym [17, 19]. Technika aCGH, która nazywana jest kariotypowaniem molekularnym, pozwala określić rodzaj niezrównoważonej aberracji, jej wielkość oraz lokalizację w genomie [20, 21, 22]. Dzięki tej technice możliwe jest wykrycie aberracji, które nie są widoczne w klasycznej analizie kariotypu ani w technice FISH [23, 24]. W zależności od konstrukcji macierzy, aCGH może uzyskać rozdzielczość sięgającą 10-100 kpz, podczas gdy klasyczna cytogenetyka zapewnia rozdzielczość rzędu około 5 Mpz (mega paz zasad), a FISH około 0,04-0,25 Mpz. Ponadto, możliwa jest jednoczesna analiza wielu loci genomowych w jednym badaniu. Ograniczeniem techniki jest brak możliwości wykrywania aberracji zrównoważonych, czyli bez zmian ilościowych materiału genetycznego oraz wykrycie zmian obecnych w niewielkim odsetku komórek [17, 22, 25, 26].

Zasada techniki aCGH

Technika aCGH opiera się na kompetycyjnej hybrydyzacji do sond zawartych w mikromacierzy 2 różnych sekwencji genomowego DNA – DNA badanego (chorego) oraz DNA referencyjnego (prawidłowego, kontrolnego). Każdy z nich wyznakowany jest innym fluorochromem; badany DNA z reguły zielonym, referencyjny – czerwonym. Wyznakowane DNA hybrydyzują do komplementarnych sekwencji sond oligonukleotydowych umieszczonych na platformie (mikromacierzy). Ocena ilościowa wzajemnego stosunku intensywności obu sygnałów fluorescencyjnych pozwala na jednoczesną analizę wszystkich loci i identyfikację duplikacji/ amplifikacji jednych loci oraz delecji/utraty innych. Rozdzielczość ograniczona jest liczbą i wielkością sond oligonukleotydowych użytych do konstrukcji macierzy. Odczytu fluorescencji dokonuje się przy zastosowaniu skanera z odpowiednim oprogramowaniem (Ryc. 1). Niewątpliwą zaletą aCGH jest możliwość identyfikacji aberracji submikroskopowych z rozdzielczością nieosiągalną w cytogenetyce klasycznej. W zależności od konstrukcji macierzy, aCGH może uzyskać rozdzielczość sięgającą 10-100 kb. Ponadto, jak wyżej wspomniano, możliwa jest jednoczesna analiza wielu loci genomowych w jednym badaniu. Ograniczeniem metody jest brak możliwości wykrywania aberracji zrównoważonych, czyli bez zmian ilościowych materiału genetycznego oraz ograniczona możliwość wykrywania poliploidii, czyli zwielokrotnienia całego garnituru haploidalnego [17, 22, 25, 26].

W interpretacji wyniku uzyskanego z zastosowaniem aCGH uwzględnia się takie parametry, jak: typ aberracji (delecja, duplikacja), jej wielkość oraz liczba i funkcja genów, które znajdują się w obrębie zmienionego regionu [20, 27, 28]. Wynik badania podawany jest zgodnie z wystandaryzowanym zapisem przedstawionym w aktualnym wydaniu An International System for Human Cytogenomic Nomenclature 2016 (ISCN 2016) [29].

Zastosowanie CGH do mikromacierzy w hematoonkologii

Identyfikacja aberracji chromosomowych oraz polimorfizmów liczby kopii regionów chromosomowych (copy number variants – CNV) pozwala lepiej zrozumieć patogenezę chorób nowotworowych. Regiony chromosomowe, które ulegają duplikacji, zawierają m.in. onkogeny oraz geny antyapoptotyczne i geny odpowiedzialne za proliferację i oporność, zaś regiony ulegające delecji zawierają m.in. geny supresorowe, geny apoptozy i różnicowania. Prowadzonych jest coraz więcej badań z zastosowaniem mikromacierzy CGH u pacjentów onkologicznych – zarówno w zakresie nowotworów układu krwiotwórczego, jak i guzów litych. aCGH jest niewątpliwie techniką bardzo przydatną klinicznie, jednak nie znalazła jeszcze rutynowego zastosowania w klinice hematoonkologii. Najprawdopodobniej powodem są wysokie koszty oraz skomplikowana analiza bioinformatyczna, niezbędna do interpretacji uzyskanego wyniku. Przy mnogości danych uzyskiwanych w wyniku aCGH w hematoonkologii, trudno czasem wyłuskać te, które są istotne, mimo weryfikacji wyniku aCGH innymi technikami, np. zależna od ligacji multipleksowa amplifikacja sond (multiplex ligation-dependent probe amplification –MLPA) lub FISH [17, 19, 30,31,32]. Ograniczeniem tej techniki w chorobach nowotworowych bywa brak do analizy materiału o odpowiedniej jakości (np. mała ilość szpiku o niskiej komórkowości, uzyskana z biopsji) [33, 34, 35, 36, 37, 38].

Schwaenen i wsp. jako pierwsi wykonali badanie aCGH w hematoonkologii [39]. Kolejne grupy badaczy poszukują za pomocą aCGH nowych rearanżacji chromosomowych, które nie zostały wykryte z wykorzystaniem cytogenetyki klasycznej.

Zastosowanie CGH do mikromacierzy w badaniach nowotworów mieloproliferacyjnych

Brecqueville i wsp. przeprowadzili analizę aCGH u 35 chorych z PMF i 73 z MPN innym niż PMF. Celem badania było wykrycie delecji genu BMI1 [B lymphoma Mo-MLV insertion region 1 homolog (mouse)], dlatego wyniki całych analiz aCGH nie były opisane szczegółowo. Gen BMI1 jest odpowiedzialny za samoodnawianie komórek macierzystych i progenitorowych. Badania na modelu mysim wykazały, że u osobników z delecją genu Bmi1 rozwijała się choroba z objawami klinicznymi charakterystycznymi dla PMF. W swoim badaniu Brecqueville i wsp. opisali tylko jednego chorego, u którego obok delecji locus BMI1, stwierdzono kilka innych małych delecji [40]. W innej pracy Brecqueville i wsp. przeprowadzili analizę aCGH u 63 chorych z PMF. U 34 chorych (54% grupy badanej) stwierdzili obecność aberracji chromosomowych; u 17 stwierdzono obecność jednej aberracji, u 6 – dwóch, u 11 – trzech lub więcej. Zaobserwowano zarówno aberracje obejmujące regiony chromosomowe > 4 Mpz, jak i delecje obejmujące pojedyncze geny. Najczęściej obserwowaną aberracją była delecja długiego ramienia chromosomu 20 (20q-) [41].

Courtier i wsp. przeprowadzili analizę aCGH u 56 chorych z MPN i 38 z AML po MPN. U 40 chorych (43%) stwierdzili aberracje; delecje pojedynczych genów lub utraty bądź dodatkowe kopie całych chromosomów [42]. Teferi i wsp. przeprowadzili analizę aCGH u 71 chorych z MPN. Rearanżacje stwierdzili u 25 z nich (35% grupy badanej): 14/32 chorych z PMF (44%), 9/26 z PV (35%) i 2/13 z ET (15%) [43]. Mehrotra i wsp. analizowali 17 chorych z PMF z izolowaną delecją 13q. W badaniu GTG najczęstszym regionem delecyjnym chromosomu 13 był 13q13-q14.3. Analiza przeprowadzona przez Mehrotra i wsp. wykazała obecność w tym regionie delecji o wielkości od 14,7 Mpz do 36,8 Mpz. Najmniejszy wspólny region delecyjny (commonly deletion region – CDR) zawierał się między 13q13.3 a 13q14.4 i miał wielkość 15,323 Mpz. W CDR znajdował się między innymi gen RB1 [44]. Delecję 13q u 8 chorych z MPN (3 z PMF, 4 z PV i 1 z ET) stwierdzili także Olcaydu i wsp. Najmniejszy wspólny region delecyjny w ich pracy wynosił 9,8 Mpz i również obejmował gen RB1 [45]. Pomimo wielu badań nie znaleziono jeszcze związku pomiędzy tą aberracją a objawami klinicznymi.

Delecja 20q jest aberracją bardzo często opisywaną, zarówno u pacjentów z MPN, jak i z innymi nowotworami układu krwiotwórczego [46, 47, 48, 49, 50]. Uważa się, że jest ona pierwotną aberracją w kariotypach złożonych, co wskazywałoby na kluczową rolę tej zmiany w leukemogenezie. Poznanie na poziomie molekularnym związku pomiędzy delecją 20q a rozwojem MPN mogłoby być ważne w odniesieniu do poszukiwania nowych, celowanych terapii [51]. W literaturze można znaleźć także opisy delecji 20q u osób, u których nie stwierdzono żadnych objawów nowotworu szpiku [52]. Okada i wsp. przy pomocy aCGH analizowali delecję 20q stwierdzoną w kariotypie u 12 chorych na nowotwory układu krwiotwórczego, w tym MPN. U wszystkich delecja miała charakter interstycjalny, a punkty złamań chromosomu 20 u różnych chorych zawierały się w regionie 20q11.21~12 do 20q13.13~13.33. Wielkość delecji wahała się od 11,2 Mpz do 27,3 Mpz. Najmniejszy wspólny region delecyjny dla wszystkich pacjentów wynosił 7,2 Mpz. Delecje zostały potwierdzone przy pomocy techniki FISH [53]. MacKinnon i wsp. donieśli o jeszcze mniejszym wspólnym regionie delecyjnym 20q u chorych z AML, MDS i MPN, wynoszącym 1,7 Mpz [54].

Teferi i wsp. porównali wyniki GTG i aCGH u 57 chorych z rozpoznaniem MPN: 25 z PMF, 21 z PV i 11 z ET. Nieprawidłowy wynik GTG uzyskali tylko u 9 chorych (16% grupy badanej), podczas gdy analiza aCGH wykazała obecność aberracji u 20 chorych (35% grupy badanej). W grupie chorych z nieprawidłowym wynikiem aCGH znalazło się 4 z nieprawidłowym wynikiem GTG i 16 z prawidłowym wynikiem GTG. W grupie 21 chorych z PV techniką aCGH aberracje stwierdzono u 29%, w grupie 11 pacjentów z ET – u 18%. Wynik badania GTG był u nich wszystkich prawidłowy. W grupie chorych z PMF nieprawidłowy wynik aCGH stwierdzono u 48%, natomiast aberracje w badaniu GTG zidentyfikowano u 36% [43]. Potrzebne są dalsze badania, aby stwierdzić, czy wszystkie zmiany obserwowane w badaniu aCGH mają takie same znaczenie prognostyczne jak te, które obserwuje się w badaniach wykonanych techniką GTG [37].

Slovak i wsp. w grupie 30 chorych z AML, MDS i PMF wykonali badania technikami GTG, aCGH i FISH. W badaniu GTG u chorego z PMF stwierdzono obecność chromosomu pochodnego der(1;7). Natomiast analiza aCGH wykazała u niego jeszcze obecność 4 delecji: 5q32, 12p13.1, 13q14.2q14.3 oraz 17q11.2. Obecność wszystkich wyżej wymienionych aberracji została potwierdzona techniką FISH [55]. Shao i wsp. wykonali badania GTG, FISH i aCGH łącznie u 55 chorych z różnymi nowotworami hematologicznymi, stwierdzając znaczną rozbieżność wyników badań wykonanych różnymi technikami. Rozbieżności te wynikały z ograniczeń jednych technik w stosunku do innych (brak możliwości oceny małych klonów komórkowych oraz aberracji zrównoważonych w aCGH, brak dostępnych sond FISH dla niektórych regionów, zbyt mała rozdzielczość GTG), ale też – w pojedynczych przypadkach – z braku wykonania badania GTG oraz zastosowania w badaniu FISH jedynie ściśle wyselekcjonowanego, jednolitego dla danej jednostki chorobowej panelu sond [39].

Podsumowanie

Techniki GTG, FISH i aCGH mają różną rozdzielczość. Każda z nich ma swoje zalety i ograniczenia. Wzajemnie się uzupełniają, przez co dają lepszy wgląd w zmiany genetyczne obecne u chorych [56, 57, 58, 59, 60]. Analiza techniką GTG uważana jest za złoty standard diagnostyki w hematoonkologii. Dzięki tej technice możliwe jest też uzyskanie informacji na temat klonalności wykrytej zmiany. Niestety, do wykonania badania tą techniką potrzebne są aktywnie dzielące się komórki. Jakość uzyskanych płytek metafazalnych w wielu przypadkach może być niewystarczająca do identyfikacji niektórych rearanżacji, zwłaszcza w kariotypach złożonych. Technika FISH jest pewnego rodzaju pomostem pomiędzy standardami cytogenetycznymi a diagnostyką molekularną. Jest techniką o większej rozdzielczości niż GTG, jednak w jednym badaniu możliwa jest analiza ograniczonej liczby loci. Technika aCGH jest relatywnie nową techniką stosowaną w onkologii. Umożliwia ona identyfikację klinicznie istotnych CNVs, które nie są możliwe do zaobserwowania w technikach GTG czy FISH [61].

Wskazuje się na kilka aspektów świadczących o przewadze aCGH nad FISH. Technika aCGH umożliwia analizę w jednej reakcji całego genomu pod kątem delecji, duplikacji i amplifikacji, podczas gdy analiza FISH ograniczona jest liczbą sond, które można jednocześnie zastosować. Badanie FISH wymaga wstępnej diagnozy u chorego, aby możliwe było odpowiednie dobranie sond. Dodatkowo, w analizie techniką FISH łatwo jest wykryć mikrodelecję, natomiast identyfikacja duplikacji (nawet na płytce metafazalnej) przysparza już nieco problemów. Takie ograniczenia nie pojawiają się w przypadku analizy z zastosowaniem techniki aCGH. Jednakże technika FISH ma także przewagę nad aCGH: pozwala wykryć poliploidie oraz aberracje zrównoważone, a także dokładnie umiejscowić daną zmianę (analiza na płytce metafazalnej) [62, 63].

W wielu krajach w diagnostyce niepełnosprawności intelektualnej, dysmorfii czy wad wrodzonych aCGH jest badaniem z wyboru wypierającym technikę GTG [62]. Platformy aCGH coraz częściej stosowane są w diagnostyce onkologicznej, również w hematoonkologii. Jednakże, chociaż technika ta umożliwia wykrycie nowych zmian związanych z nowotworzeniem, nadal wykorzystuje się ją raczej do badań naukowych. Rutynowa diagnostyka hematoonkologiczna z zastosowaniem techniki aCGH jest w chwili obecnej ograniczona, głównie z uwagi na koszty, potrzebę dużego zaplecza technicznego oraz z powodów częstych trudności z interpretacją wyników badań [37].

Czerwienica prawdziwa, nadpłytkowość samoistna i pierwotna mielofibroza mają wspólne cechy kliniczne, dlatego potrzebne są badania cytogenetyczne i cytogenetyczno-molekularne w celu lepszego poznania ich patogenezy i podłoża genetycznego. Biorąc pod uwagę dane z piśmiennictwa, można wysunąć tezę, że badanie techniką aCGH byłoby dobrym uzupełnieniem diagnostyki i ustalania rokowania u chorych z podejrzeniem nowotworu mieloproliferacyjnego.

Wkład autorów/Authors’ contributionsKO – koncepcja pracy, opracowanie tekstu artykułu, zebranie piśmiennictwaMPD – wprowadzenie poprawek do całości tekstu, weryfikacja całości tekstuOH – koncepcja pracy, wprowadzenie poprawek do całości tekstu, weryfikacja całości tekstu.
Conflict of interestKonflikt interesu/Conflict of interestNie występuje.
Finansowanie/Financial supportNie występuje.
Etyka/EthicsTreści przedstawione w artykule są zgodne z zasadami Deklaracji Helsińskiej, dyrektywami EU oraz ujednoliconymi wymaganiami dla czasopism biomedycznych.

Piśmiennictwo / References

  • [1]

    Michiels JJ De Raeve H Valster F Potters V Kim Y Kim M. Extension of 2016 World Health Organization (WHO) Classification into a new set of clinical laboratory molecular and pathological criteria for the diagnosis of myeloproliferative neoplasms: from Dameshek to Vainchenker Green and Kralovics. EMJ 2017;2:72–81.

  • [2]

    Tefferi A. Myeloproliferative neoplasms: a decade of discoveries and treatment advances. Am J Hematol 2016;91:50–8.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [3]

    Tefferi A. The history of myeloproliferative disorders: before and after Dameshek. Leukemia 2008;22:3–13.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [4]

    Vakil E Tefferi A. BCR-ABL1-negative myeloproliferative neoplasms: a review of molecular biology diagnosis and treatment. Clin Lymphoma Myeloma Leuk 2011;Suppl 1:S37–S45.

  • [5]

    Pikman Y Lee BH Mercher T et al. MPLW515L is a novel somatic activating mutation in myelofibrosis with myeloid metaplasia. PLoS Med 2006;3:1140 – 51.

  • [6]

    Klampfl T Gisslinger H Harutyunyan AS et al. Somatic mutations of calreticulin in myeloproliferative neoplasms. N Engl J Med 2013;369:2379–90.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [7]

    Nangalia J Massie CE Baxter EJ et al. Somatic CALR mutations in myeloproliferative neoplasms with nonmutated JAK2 N Engl J Med 2013;369: 2391–405.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [8]

    Manduzio P. Ruxolitinib in myelofibrosis: to be or not to be an immune disruptor. Ther Clin Risk Manag 2017;13:169–77.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [9]

    Arber DA Orazi A Hasserjian R et al. The 2016 revision to the World Health Organization classification of myeloid neoplasms and acute leukemia. Blood 2016;127:2391–405.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [10]

    Vainchenker W Delhommeau F Constantinescu SN Bernard OA. New mutations and pathogenesis of myeloproliferative neoplasms. Blood 2011;118:1723–35.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [11]

    Vainchenker W Kralovics R. Genetic basis and molecular pathophysiology of classical myeloproliferative neoplasms. Blood 2017;129:667–79.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [12]

    Swerdlow SH Campo E Harris NL et al. (red.). WHO classification of tumours of haematopoietic and lymphoid tissues. Revised 4th Edition. Lyon: IARC Press 2017.

  • [13]

    Sever M Quintás-Cardama A Pierce S Zhou L Kantarjian H Verstovsek S. Significance of cytogenetic abnormalities in patients with polycythemia vera. Leuk Lymphoma 2013;54:2667–70.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [14]

    Jeong JH Ahn JY Park PW et al. A t(11;14)(p13;q11.2) in myelofibrosis following polycythemia vera. Cancer Genet-NY 2016;209:112–6.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [15]

    Panani AD. Cytogenetic and molecular aspects of Philadelphia negative chronic myeloproliferative disorders: Clinical implications. Cancer Letters 2007;255:12–25.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [16]

    Hussein K Pardanani AD Van Dyke DL Hanson CA Tefferi A. International Prognostic Scoring System: independent cytogenetic risk categorization in primary myelofibrosis. Blood 2010;115:496–9.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [17]

    Macheta A Chocholska S Podhorecka M. Metody genetyczne w diagnostyce hematoonkologicznej. Postepy Hig Med Dosw 2015;69:475–87.

  • [18]

    Ratan Z Zaman S Mehta V Haidere MF Runa NJ Akter N. Application of fluorescence in situ hybridization (FISH) technique for the detection of genetic aberration in medical science. Cureus 2017;9:e1325.

  • [19]

    Zmorzyński S Filip AA Koczkodaj D Michalak M. Molekularne i cytogenetyczne czynniki prognostyczne w ostrej białaczce szpikowej (OBS). Postepy Hig Med Dosw 2011;65:158–66.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [20]

    Miller DT Adam MP Aradhya S et al. Consensus statement: chromosomal microarray is a first-tier clinical diagnostic test for individuals with developmental disabilities or congenital anomalies. Am J Hum Genet 2010;86:749–64.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [21]

    Morrow EM. Genomic copy number variation in disorders of cognitive development. J Am Acad Child Adolesc Psychiatry 2010;49:1091–104.

    • PubMed
    • Export Citation
  • [22]

    Shinawi M Cheung SW. The array CGH and its clinical applications. Drug Discov Today 2008;13:760–70.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [23]

    Koczkodaj D Filip A Tomczak W Wąsik-Szczepanek E. Comparative genomic hybridization arrays in complex karyotype analysis – an AML case report. Centr Eur J Immunol 2011;36:40–5.

  • [24]

    Theisen A. Microarray-based comparative genomic hybridization (aCGH). Nature Education 2008;1:45.

  • [25]

    Szczałuba K Obersztyn E Mazurczak T. Zastosowanie nowoczesnych technik cytogenetyki molekularnej w diagnostyce wrodzonych wad rozwojowych. Perinatol Neonatol Ginekol 2010;3:108–16.

  • [26]

    Lukackova R Gerykova Bujalkova M Majerova L Mladosievicova B. Molecular genetic methods in the diagnosis of myelodysplastic syndromes. A review. Biomed Pap Med Fac Univ Palacky Olomouc Czech Repub 2014;158:339–45.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [27]

    Kearney MH Thorland EC Brown KK. American College of Medical Genetics standards and guidelines for interpretation and reporting of postnatal constitutional copy number variants. Genet Med 2011;13:680–5.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [28]

    Vermeesch JR Brady PD Sanlaville D Kok K Hastings RJ. Genome-wide arrays: quality criteria and platforms to be used in routine diagnostics. Hum Mutat 2012;33:906–15.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [29]

    McGowan-Jordan J Simons A Schmid M (red). ISCN (2016). An International System for Human Cytogenetic Nomenclature (2016). Basel Switzerland: S. Kager AG; 2016.

  • [30]

    Jarosová M Pospísilová H Plachý R et al. Principle and importance of using the array CGH in hematooncology. Cas Lek Cesk 2006;145:9–13.

    • PubMed
    • Export Citation
  • [31]

    Suela J Alvarez S Cigudosa JC. DNA profiling by arrayCGH in acute myeloid leukemia and myelodysplastic syndromes. Cytogenet Genome Res 2007;118:304–9.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [32]

    Shaffer LG Bejjani BA. A cytogeneticist’s perspective on genomic microarrays. Hum Reprod Update 2004;10:221–6.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [33]

    O’Sullivan JM Harrison CN. JAK-STAT signaling in the therapeutic landscape of myeloproliferative neoplasms. Mol Cell Endocrinol 2017;15:71–79.

  • [34]

    Edelmann L Hirschhorn K. Clinical utility of array CGH for the detection of chromosomal imbalances associated with mental retardation and multiple congenital anomalies. Ann NY Acad Sci 2009;1151:157–66.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [35]

    Kallioniemi A. CGH microarrays and cancer. Curr Opin Biotechnol 2008;19:36–40.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [36]

    Manning M Hudgins L. Array-based technology and recommendations for utilization in medical genetics practice for detection of chromosomal abnormalities. Genet Med 2010;12:742–5.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [37]

    Simons A Sikkema-Raddatz B de Leeuw N Konrad NC Hastings RJ Schoumans J. Genome-wide arrays in routine diagnostics of hematological malignancies. Hum Mutat 2012;33:941–8.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [38]

    MacKinnon RN Selan C Zordan A Wall M Nandurkar H Campbell LJ. CGH and SNP array using DNA extracted from fixed cytogenetic preparations and long-term refrigerated bone marrow specimens. Mol Cytogenet 2012;5:10.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [39]

    Shao L Kang S-HL Li J et al. Array comparative genomic hybridization detects chromosomal abnormalities in hematological cancers that are not detected by conventional cytogenetics. J Mol Diagn 2010;12:670–9.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [40]

    Brecqueville M Adélaïde J Bertucci F et al. Alterations of polycomb gene BMI1 in human myeloproliferative neoplasms. Cell Cycle 2012;15:3141–2.

  • [41]

    Brecqueville M Rey J Devillier R et al. Array comparative genomic hybridization and sequencing of 23 genes in 80 patients with myelofibrosis at chronic or acute phase. Haematologica 2014;99:37–45.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [42]

    Courtier F Carbuccia N Garnier S et al. Genomic analysis of myeloproliferative neoplasms in chronic and acute phases. Haematologica 2017;102:e11–e14.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [43]

    Tefferi A Sirhan S Sun Y et al. Oligonucleotide array CGH studies in myeloproliferative neoplasms: comparison with JAK2V617F mutational status and conventional chromosome analysis. Leuk Res 2009;33:662–4.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [44]

    Mehrotra M Patel KP Chen T et al. Genomic and clinicopathologic features of primary myelofibrosis with isolated 13q deletion. Clin Lymphoma Myeloma Leuk 2015;15:496–505.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [45]

    Olcaydu D Berg T Gisslinger B Gisslinger H Kralovics R. Deletions of chromosome 13q in myeloproliferative neoplasms: mapping relation to the JAK2-V617F mutation and evaluation of potential tumor suppressor candidates. Blood 2008;112:3724.

  • [46]

    Aziz A Baxter EJ Edwards C et al. Cooperativity of imprinted genes inactivated by acquired chromosome 20q deletions. J Clin Invest 2013;123:2169–82.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [47]

    Busson M Romana S Nguyen Khac F Bernard O Berger R. Cryptic translocations involving chromosome 20 in polycythemia vera. Ann Genet 2004;47:365–71.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [48]

    Hasserjian RP Dal Cin P. Deletion of chromosome 20q: friend or foe? Leuk Res 2011;35:844–5.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [49]

    MacKinnon RN Duivenvoorden HM Campbell LJ. Unbalanced translocations of 20q in AML and MDS often involve interstitial rather than terminal deletions of 20q. Cancer Genet 2011;204:153–61.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [50]

    Wu C Zhang J Bai S et al. Clinical and molecular cytogenetic studies in ten patients with hematological malignancies characterized by t(20;21)(q11;q11) resulted from del(20q). Cancer Genet 2016;209:456– 62.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [51]

    MacKinnon RN Selan C Wall M Baker E Nandurkar H Campbell LJ. The paradox of 20q11.21 amplification in a subset of cases of myeloid malignancy with chromosome 20 deletion. Genes Chromosomes Cancer 2010;49:998-1013.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [52]

    Jawad MD Shi M Oliveira JL Hoyer JD Hook C Go RS. Clinical course of patients with incidental finding of 20q- in the bone marrow without a morphologic evidence of myeloid neoplasm. Am J Hematol 2016;91:556–9.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [53]

    Okada M Suto Y Hirai M et al. Microarray CGH analyses of chromosomal 20q deletions in patients with hematopoietic malignancies. Cancer Genet-NY 2012;205:18–24.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [54]

    MacKinnon RN Patsouris C Chudoba I Campbell LJ. A FISH comparison of variant derivatives of the recurrent dic(17;20) of myelodysplastic syndromes and acute myeloid leukemia: obligatory retention of genes on 17p and 20q may explain the formation of dicentric chromosomes. Genes Chromosomes Cancer 2007;46:27–36.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [55]

    Slovak ML Smith DD Bedell V et al. Assessing karyotype precision by microarray-based comparative genomic hybridization in the myelodysplastic/myeloproliferative syndromes. Mol Cytogenet 2010;3:23.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [56]

    Passamonti F Thiele J Girodon F et al. A prognostic model to predict survival in 867 World Health Organization-defined essential thrombocythemia at diagnosis: a study by the International Working Group on Myelofibrosis Research and Treatment. Blood 2012;120:1197–201.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [57]

    Sandberg AA Meloni-Ehrig AM. Cytogenetics and genetics of human cancer: methods and accomplishments. Cancer Genet Cytogenet 2010;203:102–126.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [58]

    Costa JL Meijer G Ylstra B Caldas C. Array comparative genomic hybridization copy number profiling: a new tool for translational research in solid malignancies. Semin Radiat Oncol 2008;18:98–104.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [59]

    Gouas L Goumy C Véronèse L Tchirkov A Vago P. Gene dosage methods as diagnostic tools for the identification of chromosome abnormalities. Pathol Biol (Paris) 2008;56:345–53.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [60]

    Riegel M. Human molecular cytogenetics: from cells to nucleotides. Genet Mol Biol 2014;37(1 Suppl):194–209.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [61]

    Xu X Johnson EB Leverton L et al. The advantage of using SNP array in clinical testing for hematological malignancies – a comparative study of three genetic testing methods. Cancer Genet 2013;206:317–26.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [62]

    Ahn JW Coldwell M Bint S Mackie Ogilvie C. Array comparative genomic hybridization (array CGH) for detection of genomic copy number variants. J Vis Exp 2015;96:e51718.

  • [63]

    Bejjani BA Shaffer LG. Application of array-based comparative genomic hybridization to clinical diagnostics. JMD 2006;8:528–33.

    • PubMed
    • Export Citation

If the inline PDF is not rendering correctly, you can download the PDF file here.

  • [1]

    Michiels JJ De Raeve H Valster F Potters V Kim Y Kim M. Extension of 2016 World Health Organization (WHO) Classification into a new set of clinical laboratory molecular and pathological criteria for the diagnosis of myeloproliferative neoplasms: from Dameshek to Vainchenker Green and Kralovics. EMJ 2017;2:72–81.

  • [2]

    Tefferi A. Myeloproliferative neoplasms: a decade of discoveries and treatment advances. Am J Hematol 2016;91:50–8.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [3]

    Tefferi A. The history of myeloproliferative disorders: before and after Dameshek. Leukemia 2008;22:3–13.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [4]

    Vakil E Tefferi A. BCR-ABL1-negative myeloproliferative neoplasms: a review of molecular biology diagnosis and treatment. Clin Lymphoma Myeloma Leuk 2011;Suppl 1:S37–S45.

  • [5]

    Pikman Y Lee BH Mercher T et al. MPLW515L is a novel somatic activating mutation in myelofibrosis with myeloid metaplasia. PLoS Med 2006;3:1140 – 51.

  • [6]

    Klampfl T Gisslinger H Harutyunyan AS et al. Somatic mutations of calreticulin in myeloproliferative neoplasms. N Engl J Med 2013;369:2379–90.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [7]

    Nangalia J Massie CE Baxter EJ et al. Somatic CALR mutations in myeloproliferative neoplasms with nonmutated JAK2 N Engl J Med 2013;369: 2391–405.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [8]

    Manduzio P. Ruxolitinib in myelofibrosis: to be or not to be an immune disruptor. Ther Clin Risk Manag 2017;13:169–77.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [9]

    Arber DA Orazi A Hasserjian R et al. The 2016 revision to the World Health Organization classification of myeloid neoplasms and acute leukemia. Blood 2016;127:2391–405.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [10]

    Vainchenker W Delhommeau F Constantinescu SN Bernard OA. New mutations and pathogenesis of myeloproliferative neoplasms. Blood 2011;118:1723–35.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [11]

    Vainchenker W Kralovics R. Genetic basis and molecular pathophysiology of classical myeloproliferative neoplasms. Blood 2017;129:667–79.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [12]

    Swerdlow SH Campo E Harris NL et al. (red.). WHO classification of tumours of haematopoietic and lymphoid tissues. Revised 4th Edition. Lyon: IARC Press 2017.

  • [13]

    Sever M Quintás-Cardama A Pierce S Zhou L Kantarjian H Verstovsek S. Significance of cytogenetic abnormalities in patients with polycythemia vera. Leuk Lymphoma 2013;54:2667–70.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [14]

    Jeong JH Ahn JY Park PW et al. A t(11;14)(p13;q11.2) in myelofibrosis following polycythemia vera. Cancer Genet-NY 2016;209:112–6.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [15]

    Panani AD. Cytogenetic and molecular aspects of Philadelphia negative chronic myeloproliferative disorders: Clinical implications. Cancer Letters 2007;255:12–25.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [16]

    Hussein K Pardanani AD Van Dyke DL Hanson CA Tefferi A. International Prognostic Scoring System: independent cytogenetic risk categorization in primary myelofibrosis. Blood 2010;115:496–9.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [17]

    Macheta A Chocholska S Podhorecka M. Metody genetyczne w diagnostyce hematoonkologicznej. Postepy Hig Med Dosw 2015;69:475–87.

  • [18]

    Ratan Z Zaman S Mehta V Haidere MF Runa NJ Akter N. Application of fluorescence in situ hybridization (FISH) technique for the detection of genetic aberration in medical science. Cureus 2017;9:e1325.

  • [19]

    Zmorzyński S Filip AA Koczkodaj D Michalak M. Molekularne i cytogenetyczne czynniki prognostyczne w ostrej białaczce szpikowej (OBS). Postepy Hig Med Dosw 2011;65:158–66.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [20]

    Miller DT Adam MP Aradhya S et al. Consensus statement: chromosomal microarray is a first-tier clinical diagnostic test for individuals with developmental disabilities or congenital anomalies. Am J Hum Genet 2010;86:749–64.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [21]

    Morrow EM. Genomic copy number variation in disorders of cognitive development. J Am Acad Child Adolesc Psychiatry 2010;49:1091–104.

    • PubMed
    • Export Citation
  • [22]

    Shinawi M Cheung SW. The array CGH and its clinical applications. Drug Discov Today 2008;13:760–70.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [23]

    Koczkodaj D Filip A Tomczak W Wąsik-Szczepanek E. Comparative genomic hybridization arrays in complex karyotype analysis – an AML case report. Centr Eur J Immunol 2011;36:40–5.

  • [24]

    Theisen A. Microarray-based comparative genomic hybridization (aCGH). Nature Education 2008;1:45.

  • [25]

    Szczałuba K Obersztyn E Mazurczak T. Zastosowanie nowoczesnych technik cytogenetyki molekularnej w diagnostyce wrodzonych wad rozwojowych. Perinatol Neonatol Ginekol 2010;3:108–16.

  • [26]

    Lukackova R Gerykova Bujalkova M Majerova L Mladosievicova B. Molecular genetic methods in the diagnosis of myelodysplastic syndromes. A review. Biomed Pap Med Fac Univ Palacky Olomouc Czech Repub 2014;158:339–45.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [27]

    Kearney MH Thorland EC Brown KK. American College of Medical Genetics standards and guidelines for interpretation and reporting of postnatal constitutional copy number variants. Genet Med 2011;13:680–5.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [28]

    Vermeesch JR Brady PD Sanlaville D Kok K Hastings RJ. Genome-wide arrays: quality criteria and platforms to be used in routine diagnostics. Hum Mutat 2012;33:906–15.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [29]

    McGowan-Jordan J Simons A Schmid M (red). ISCN (2016). An International System for Human Cytogenetic Nomenclature (2016). Basel Switzerland: S. Kager AG; 2016.

  • [30]

    Jarosová M Pospísilová H Plachý R et al. Principle and importance of using the array CGH in hematooncology. Cas Lek Cesk 2006;145:9–13.

    • PubMed
    • Export Citation
  • [31]

    Suela J Alvarez S Cigudosa JC. DNA profiling by arrayCGH in acute myeloid leukemia and myelodysplastic syndromes. Cytogenet Genome Res 2007;118:304–9.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [32]

    Shaffer LG Bejjani BA. A cytogeneticist’s perspective on genomic microarrays. Hum Reprod Update 2004;10:221–6.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [33]

    O’Sullivan JM Harrison CN. JAK-STAT signaling in the therapeutic landscape of myeloproliferative neoplasms. Mol Cell Endocrinol 2017;15:71–79.

  • [34]

    Edelmann L Hirschhorn K. Clinical utility of array CGH for the detection of chromosomal imbalances associated with mental retardation and multiple congenital anomalies. Ann NY Acad Sci 2009;1151:157–66.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [35]

    Kallioniemi A. CGH microarrays and cancer. Curr Opin Biotechnol 2008;19:36–40.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [36]

    Manning M Hudgins L. Array-based technology and recommendations for utilization in medical genetics practice for detection of chromosomal abnormalities. Genet Med 2010;12:742–5.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [37]

    Simons A Sikkema-Raddatz B de Leeuw N Konrad NC Hastings RJ Schoumans J. Genome-wide arrays in routine diagnostics of hematological malignancies. Hum Mutat 2012;33:941–8.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [38]

    MacKinnon RN Selan C Zordan A Wall M Nandurkar H Campbell LJ. CGH and SNP array using DNA extracted from fixed cytogenetic preparations and long-term refrigerated bone marrow specimens. Mol Cytogenet 2012;5:10.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [39]

    Shao L Kang S-HL Li J et al. Array comparative genomic hybridization detects chromosomal abnormalities in hematological cancers that are not detected by conventional cytogenetics. J Mol Diagn 2010;12:670–9.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [40]

    Brecqueville M Adélaïde J Bertucci F et al. Alterations of polycomb gene BMI1 in human myeloproliferative neoplasms. Cell Cycle 2012;15:3141–2.

  • [41]

    Brecqueville M Rey J Devillier R et al. Array comparative genomic hybridization and sequencing of 23 genes in 80 patients with myelofibrosis at chronic or acute phase. Haematologica 2014;99:37–45.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [42]

    Courtier F Carbuccia N Garnier S et al. Genomic analysis of myeloproliferative neoplasms in chronic and acute phases. Haematologica 2017;102:e11–e14.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [43]

    Tefferi A Sirhan S Sun Y et al. Oligonucleotide array CGH studies in myeloproliferative neoplasms: comparison with JAK2V617F mutational status and conventional chromosome analysis. Leuk Res 2009;33:662–4.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [44]

    Mehrotra M Patel KP Chen T et al. Genomic and clinicopathologic features of primary myelofibrosis with isolated 13q deletion. Clin Lymphoma Myeloma Leuk 2015;15:496–505.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [45]

    Olcaydu D Berg T Gisslinger B Gisslinger H Kralovics R. Deletions of chromosome 13q in myeloproliferative neoplasms: mapping relation to the JAK2-V617F mutation and evaluation of potential tumor suppressor candidates. Blood 2008;112:3724.

  • [46]

    Aziz A Baxter EJ Edwards C et al. Cooperativity of imprinted genes inactivated by acquired chromosome 20q deletions. J Clin Invest 2013;123:2169–82.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [47]

    Busson M Romana S Nguyen Khac F Bernard O Berger R. Cryptic translocations involving chromosome 20 in polycythemia vera. Ann Genet 2004;47:365–71.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [48]

    Hasserjian RP Dal Cin P. Deletion of chromosome 20q: friend or foe? Leuk Res 2011;35:844–5.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [49]

    MacKinnon RN Duivenvoorden HM Campbell LJ. Unbalanced translocations of 20q in AML and MDS often involve interstitial rather than terminal deletions of 20q. Cancer Genet 2011;204:153–61.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [50]

    Wu C Zhang J Bai S et al. Clinical and molecular cytogenetic studies in ten patients with hematological malignancies characterized by t(20;21)(q11;q11) resulted from del(20q). Cancer Genet 2016;209:456– 62.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [51]

    MacKinnon RN Selan C Wall M Baker E Nandurkar H Campbell LJ. The paradox of 20q11.21 amplification in a subset of cases of myeloid malignancy with chromosome 20 deletion. Genes Chromosomes Cancer 2010;49:998-1013.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [52]

    Jawad MD Shi M Oliveira JL Hoyer JD Hook C Go RS. Clinical course of patients with incidental finding of 20q- in the bone marrow without a morphologic evidence of myeloid neoplasm. Am J Hematol 2016;91:556–9.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [53]

    Okada M Suto Y Hirai M et al. Microarray CGH analyses of chromosomal 20q deletions in patients with hematopoietic malignancies. Cancer Genet-NY 2012;205:18–24.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [54]

    MacKinnon RN Patsouris C Chudoba I Campbell LJ. A FISH comparison of variant derivatives of the recurrent dic(17;20) of myelodysplastic syndromes and acute myeloid leukemia: obligatory retention of genes on 17p and 20q may explain the formation of dicentric chromosomes. Genes Chromosomes Cancer 2007;46:27–36.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [55]

    Slovak ML Smith DD Bedell V et al. Assessing karyotype precision by microarray-based comparative genomic hybridization in the myelodysplastic/myeloproliferative syndromes. Mol Cytogenet 2010;3:23.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [56]

    Passamonti F Thiele J Girodon F et al. A prognostic model to predict survival in 867 World Health Organization-defined essential thrombocythemia at diagnosis: a study by the International Working Group on Myelofibrosis Research and Treatment. Blood 2012;120:1197–201.

    • Crossref
    • Export Citation
  • [57]

    Sandberg AA Meloni-Ehrig AM. Cytogenetics and genetics of human cancer: methods and accomplishments. Cancer Genet Cytogenet 2010;203:102–126.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [58]

    Costa JL Meijer G Ylstra B Caldas C. Array comparative genomic hybridization copy number profiling: a new tool for translational research in solid malignancies. Semin Radiat Oncol 2008;18:98–104.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [59]

    Gouas L Goumy C Véronèse L Tchirkov A Vago P. Gene dosage methods as diagnostic tools for the identification of chromosome abnormalities. Pathol Biol (Paris) 2008;56:345–53.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [60]

    Riegel M. Human molecular cytogenetics: from cells to nucleotides. Genet Mol Biol 2014;37(1 Suppl):194–209.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [61]

    Xu X Johnson EB Leverton L et al. The advantage of using SNP array in clinical testing for hematological malignancies – a comparative study of three genetic testing methods. Cancer Genet 2013;206:317–26.

    • Crossref
    • PubMed
    • Export Citation
  • [62]

    Ahn JW Coldwell M Bint S Mackie Ogilvie C. Array comparative genomic hybridization (array CGH) for detection of genomic copy number variants. J Vis Exp 2015;96:e51718.

  • [63]

    Bejjani BA Shaffer LG. Application of array-based comparative genomic hybridization to clinical diagnostics. JMD 2006;8:528–33.

    • PubMed
    • Export Citation
Search
Journal information
Impact Factor


CiteScore 2018: 0.17

SCImago Journal Rank (SJR) 2018: 0.112
Source Normalized Impact per Paper (SNIP) 2018: 0.108

Figures
  • View in gallery

    Schemat analizy aCGH

    Fig. 1. aCGH analysis scheme

    DNA badany wyznakowany jest zielonym fluorochromem, DNA referencyjny – czerwonym. Zmieszany DNA nakładany jest na macierz, w obrębie której następuje hybrydyzacja do konkretnych sond oligonukleotydowych. Kolejnym etapem jest skanowanie macierzy. Przy takiej samej ilości DNA badanego i referencyjnego sygnały się znoszą (kolor żółty). Kolor zielony w danym locus świadczy o jego duplikacji, kolor czerwony –o delecji

Metrics
All Time Past Year Past 30 Days
Abstract Views 0 0 0
Full Text Views 102 102 40
PDF Downloads 26 26 7